Development of Chlorella sp. in heterotrophic cultivation
Abstract
Tóm tắt
Article Details
References
Hình 3: Mật độ tảo ở thí nghiệm 2
Mật độ tảo ở nghiệm thức glucose 10g/L đạt cao nhất, đạt tối đa 99,66±1,77×106 tb/mL vào ngày thứ 11, khác biệt có ý nghĩa so với các nghiệm thức còn lại (Hình 3). Nghiệm thức glucose 15g/L có mật độ tảo cao thứ hai với 66,97±5,64×106 tb/mL. Nghiệm thức glucose 5g/L có mật độ thấp nhất (59,16±2,56×106 tb/mL). Theo Perez-Garcia et al. (2011) trong nuôi cấy tảo dị dưỡng, hàm lượng glucose cao hay thấp quá đều hạn chế sự phát triển của tảo. Hàm lượng glucose thích hợp cho sự phát triển của tảo phụ thuộc vào loài tảo, hệ thống nuôi và điều kiện môi trường trong đó loài tảo được xem là yếu tố chính. Sự kết hợp của các yếu tố này sẽ dẫn đến mức glucose thích hợp khác nhau. Kết quả ở thí nghiệm này phù hợp với thí nghiệm của Ogawa and Aiba (1981) có hàm lượng glucose thích hợp cho sự phát triển Chlorella vulgaris là 10g/L trong khi ở báo cáo của Shi et al. (1999) ở tảo C. protothecoides là 85g/L. Như vậy, trong điều kiện quang dị dưỡng, tảo Chlorella sp. phát triển tốt nhất ở hàm lượng glucose 10g/L. So sánh cùng nghiệm thức cho thấy kết quả ở thí nghiệm 1 và 2 gần tương đương nhau, đều đạt mật độ cao vào ngày thứ 11 của thí nghiệm.
Tảo Chlorella đạt mật độ cao nhất trong điều kiện quang dị dưỡng (106,53±0,69×106 tế bào/mL) và thấp nhất ở nghiệm thức quang dưỡng (32,27±3,94×106 tế bào/mL).
Trong điều kiện quang dị dưỡng, tảo Chlorella sp. đạt mật độ cao nhất ở nghiệm thức glucose 10g/L (99,66±1,77×106 tb/mL) và thấp nhất ở nghiệm thức glucose 5g/L (59,16±2,56×106 tb/mL).
Có thể nuôi tảo Chlorella sp. trong điều kiện quang dị dưỡng với hàm lượng glucose 10g/L cho mật độ tảo cao nhằm thu sinh khối lớn phục vụ cho nhu cầu sử dụng.
Nghiên cứu sử dụng tảo Chlorella sp. nuôi trong điều kiện quang dị dưỡng và dị dưỡng làm thức ăn cho luân trùng và các đối tượng động vật phiêu sinh khác.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
Boyle, N.R. and Morgan J.A., 2009. Flux balance analysis of primary metabolism in Clamydomonas reinhardtii. BMC Systems Biology, 3:4.
Chen F, 1996. High cell density culture of microalgae in heterotrophic growth. Trends in biotechnology 14: 412-426.
Chen, G. Q., Jiang Y. and Chen, F., 2007. Fatty acid and lipid class composition of the eicosapentaenoic acid producing microalga, Nitzschia laevis. Food chemistry 104: 1580-1585.
Coutteau, P., 1996. Micro-algae. In: Patrick Lavens and Patrick Sorgeloos (Eds). Manual on the production and use of live food for aquaculture. Published by Food and Agriculture Organization of the United Nations, Rome, 361pages.
Endo H., Nakajima K., Chino R. and Shirota M., 1974. Growth characteristic and cellular components of Chlorella regularis, heterotrophic fast growing strain. Agricultural and Biological Chemistry 38 (1): 9-18.
Kaplan, D., Richmond, A.E., Dubinsky, Z., Aaronson, S., 1986. Algal nutrition. In: Richmond, A. (Ed.), Handbook for Microalgal Mass Culture. CRC Press, Boca Raton, FL., USA: 147-198.
Lee, Y.K., 1997. Commercial production of microalgae in the Asia-Pacific rim. Journal of Applied Phycology 9: 403-411.
Liao, I.C., Su H.M. and Lin J.H., 1983. Larval foods for penaeus prawns. In: CRC handbook of mariculture.VI: Crustacean Aquaculture, Jame, P. (Eds): 43-69.
Martinez, F., Ascaso C. and Orus M.I., 1991. Morphometric and stereologic analysis of Chlorella vulgaris under heterotrophic growth conditions. Ann. Bot. 67. 67: 239-245.
Ogawa, T. and Aiba S., 1981. Bioenergenic analysis of mixotrophic growth in Chlorella vulgaris and Scenedesmus acutus. Biotechnology and Bioengineering 23: 1121-1132.
Perez-Garcia O., Escalante F.M.E., de-Bashan L. E. and Bashan Y., 2011. Heterotrophic cultures of microalgae: Metabolism and potential products. Water reasearch 45: 11-36.
Pratt, R., 1948. Studies on Chlorella vulgaris: XI. Relation between surface tension and accumulation of Chlorellin. Am. J. Bot. 35: 634-637.
Shi, X. M., Liu H.J., Zhang X.W. and Chen F., 1999. Production of biomass and lutein by Chlorella protothecoides at various glucose concentrations in heterotrophic cultures. Process Biochem.34: 341-347.
Tan, C. K and Johns M. R., 1991. Fatty acid production by heterotrophic eicosapentaenoic acid production. Journal of Applied Phycology 8: 59-64.
Wen, Z.Y. and Chen, F., 2003. Heterotrophic production of eicosapentaenoic acid by microalgae. Biotechnology advances 21: 273-294.
Xiong, W., Li X., Xiang J. and Wu Q., 2008. High-density fermentation of microalgae Chlorella protothecoides in bioreactor for microbio-diesel production. Applied Microbiology and Biotechnology 78: 29-36.
Xu H., Miao X. X., Wu Q., 2006. High quality biodiesel production from a microalga Chlorella protothecoides by heterotrophic growth in fermenters. Journal of Biotechnology 126: 499-507.
Yang, C., Hua, Q., Shimizu, K., 2000. Energetics and carbon metabolism during growth of microalgal cells under photoautotrophic, mixotrophic and cyclic light-autotrophic/dark-heterotrophic. Applied Microbiology and Biotechnology 91:31-46.